pH de amostras hídricas subterrâneas com indicador ácido-base do Repolho-roxo

Introdução

Indicadores ácido-base são substâncias que mudam de cor, informando se o meio está ácido ou básico. Existem indicadores sintéticos e também algumas substâncias presentes em vegetais que funcionam como indicadores ácido-base naturais como a antocianina.

Objetivo

Demonstrar o pH de diferentes amostras hídricas subterrâneas oriundas de poços artesianos e cisternas de bairros da cidade

Material
01 Repolho-roxo;

01 litro de água destilada e/ou deionizada e/ou de torneira
01 liquidificador ou 1 panela com fogareiro;
01 peneira ou coador;
11 copos transparentes ou tubos ou béqueres;
01 caneta e etiquetas para enumerar os copos;
01 limão;
10 mL de vinagre;
01 g de bicarbonato de sódio;
01 g de sabão em pó;
10 mL água sanitária;
10 mL detergente;
01 g de açúcar;
10 mL leite;
01 g de sal de cozinha;
50 mL de diferentes amostras hídricas subterrâneas.

Métodos

1) Bata algumas (1 a 5) folhas de Repolho-roxo com 1 litro de água no liquidificador; Outra alternativa é cozinhá-lo em uma panela grande durante 10 minutos e aguardar esfriar;

2) Coe ou peneire esse suco, pois o filtrado será o nosso indicador ácido-base natural (se não for usar o extrato de Repolho-roxo na hora, guarde-o na geladeira, pois ele decompõe-se muito rápido;

3) Dissolva os reagentes sólidos (açúcar, sal, sabão em pó, bicarbonato) em 09 mL de água em cada frasco (copo, tubo ou béquer);

4) Enumere os frascos de 1 a 09 as seguintes substâncias, na respectiva ordem:  limão, vinagre, detergente, leite, açúcar, sal de cozinha, bicarbonato de sódio, sabão em pó e água sanitária.

5) Adicione cerca de 10mL da solução indicadora (suco de Repolho-roxo) e observe as cores das soluções construindo uma escala do pH mais ácido (limão) ao básico (água sanitária); 

6) Adicione 10mL da solução indicadora (suco de Repolho-roxo) as amostras hídricas subterrâneas e compare com a escala de cores dos 9 tubos.

Resultados

Figura 4: Escala de cores para as amostras de acordo com respectivo pH (Foto: Guilherme Araújo Lacerda).

Figura 5A-C: Amostras de diferentes bairros de Montes Claros, MG, Brasil. A) Bairro Cidade Nova; B) Bairro São Judas; C) Bairro Ibituruna (Foto: Guilherme Araújo Lacerda).

Discussão

1) Construa a escala de pH para as referências utilizadas: 

Padrão de respostas (PR) - limão (vermelho claro); vinagre (vermelho escuro); detergente (vermelho laranjado); leite (roxo claro); açúcar (roxo escuro); sal de cozinha (roxo azulado); bicarbonato de sódio (azul); sabão em pó (verde) e água sanitária (branco leitosa).

2) Baseado na resposta do indicador como se classificariam as amostras dos diferentes bairros?
PR - Amosta A - netra; B - levemente ácida; C - levemente básica.

Referências
ROCHA, J. Indicador ácido-base com repolho roxo. Disponível em <https://manualdaquimica.uol.com.br/experimentos-quimica/indicador-acido-base-com-repolho-roxo.htm> Acesso em 29 mar 2018.

Reativando o Blog

Caríssimos(as) boa tarde! Estou reativando o blog da coleção, neste momento farei uma completa reestruturação da proposta e encaminhamento dos materiais as editoras. Neste aspecto pretendo a médio prazo disponibilizar o material digital ainda através do blog ou outra mídias sociais. Abraços biológicos!

Prática 003/2013 - Cromatografia de pigmentos vegetais em papel

Introdução

Cromatografia é um método de separação de misturas e identificação de seus componentes. Esta separação depende do comportamento dos analitos, parte da amostra que é o foco da análise química, entre uma fase móvel e uma fase estacionária. A interação dos componentes da mistura com estas duas fases é influenciada pelas diferentes forças intermoleculares, incluindo as forças apolar, polar, iônica, bipolar, gravitacional e específicas interações de afinidade e solubilidade. 

Objetivo
Extrair e diferenciar diferentes pigmentos vegetais pela técnica de cromatografia em papel. 

Material

02 Folhas da herbácea Tradescantia

Figura 1: Folha da planta ornamental herbácea Tradescantia sp. (Malvaceae) utilizada para extração dos pigmentos vegetais (Foto: Alexsandro G. dos Santos e Márcio H. R. de Carvalho).

01 Almofariz e Pistilo

10 mL de Álcool Etílico Comercial (líquido)

10 mL de Solução de Acetona Comercial

02 Folhas de Papel de Filtro nº 102

02 Câmaras Cromatográficas (Frascos de vidro com tampa seladora)

01 Proveta de 50 mL (ou caneca de medida)

02 Placas de Petri (ou pires)

01 Tesoura

01 Cronômetro (de celular ou relógio).

Métodos

1) Depois de lavadas, uma das folhas de Tradescantia será colocada no almofariz e amassada com o auxílio do pistilo acrescentando-se, em pequenas quantidades, 10 mL de álcool etílico medidos com a proveta. Formando-se, então, um extrato foliar etanoico;

2) Logo após transferir o extrato para uma Placa de Petri;

3) Cortar o Papel de Filtro no tamanho 9 X 9 cm e dobrar ao meio colocado-o em posição vertical sob o conteúdo de extrato foliar etanólico, deixando-o por 5 minutos cronometrados;

4) Amassar a outra folha de Tradescantia com o pistilo no almofariz acrescentando, dessa vez, acrescentando-se 10 mL de solução de acetona em pequenas quantidades. Obteremos então um extrato foliar cetônico que será transferido para a outra câmara de cromatografia;

5) Repetir o processo do subitem 3 com o outro papel de filtro dobrado  com o extrato e aguardar os 5 minutos cronometrados.

6) Após os 5 minutos de espera, retirar o papel filtro do extrato foliar etanólico e colocar na posição invertida. Esperar uns minutos para secar e o papel colocado-os na Câmara Cromatográfica para serem aguardados mais 5 minutos.

7) Repetir os processos dos subitens 5 e 6 mas com o  extrato foliar cetônico no lugar do extrato foliar etanólico.

Resultados

Figura 2: Cromatografia em papel do extrato foliar etanólico (Foto: Alexsandro G. dos Santos e Márcio H. R. de Carvalho).

Figura 3: Cromatografia em papel do extrato foliar cetônico (Foto: Alexsandro G. dos Santos e Márcio H. R. de Carvalho).

Figura 4: Notou-se também, nesse experimento, a florescência da clorofila, que mesmo no ambiente externo da folha, continua a reagir a luz (Foto: Alexsandro G. dos Santos e Márcio H. R. de Carvalho).

Discussão

1) Relacione os diferentes pigmentos observados e suas respectivas colorações:

Padrão de Resposta (PR) - Antocianina - cor roxa; clorofila - cor verde; xantofila - cor amarela.

2) Obteve-se diferença nos perfis cromatográficos em relação ao solvente?

PR - Pelo experimento observo-se maior afinidade do solvente etanólico com a antocianina e do cetônico com a clorofila e xantofila.

3) Por que a clorofila emitia florescência mesmo após a extração com solvente? 

PR - Pela reação da mesma em excitação molecular aos fótons da luz natural do ambiente.

Referências bibliográficas

LACERDA, Guilherme Araújo. Manual de aulas práticas em biologia celular. Janaúba: UNIMONTES,   Faculdade de Zootecnia, 2013. 31f.

PRADO, Carlos Henrique B. de A.; CASALI, Carlos A. Fisiologia vegetal: práticas em relações hídricas, fotossíntese e nutrição mineral. Barueri, SP: Manoel, 2006.

RIBEIRO, Núbia Moura; NUNES, Carolina Rodeiro. Análises de pigmentos de pimentões por cromatografia em papel. QUÍMICA NOVA NA ESCOLA, N° 29, AGOSTO 2008. p.34-37.

Prática 002/2013 - Fracionamento celular – separação de organelas e macromoléculas

1. INTRODUÇÃO

As células podem ser rompidas de várias maneiras; por exemplo, por intermédio de choque osmótico, pelo uso de vibrações ultra-sônicas e por métodos mecânicos quando são forçadas a passar por um pequeno orifício ou são homogeneizadas. A aplicação cuidadosa desses procedimentos permite que organelas como núcleo, mitocôndrias, complexo de Golgi e Peroxissomos fiquem intactas e também muitas vesículas derivadas do retículo endoplasmático, chamadas microssomos, mantenham muito de suas propriedades bioquímicas originais.

2. OBJETIVO

Separar os componentes celulares através do fracionamento por centrifugação para o estudo da organização molecular e do funcionamento da célula.

3. MATERIAL

02 a 03 Folhas de Tradescantia purpurea (manto-de-viúva ou trapoeraba);

Figura 1: Detalhe da flor de Tradescantia purpurea conhecida vulgarmente como manto-de-viúva ou trapoeraba (Foto: Guilherme Araújo Lacerda).

01 Amofariz (gral) e 01 pistilo (ou pires e colher);

02 a 04 tubos de microcentrífuga;

01 Microscópio óptico;

02 Pipetas Pasteur ou conta-gotas;

01 Minicentrífuga (ver prática 001/2013);

05 mL de detergente de louça (líquido ou gel);

100 mL de Água acidulada (2 a 3 gotas de vinagre – ou ácido acético – em mais ou menos 100 mL de água).

4. MÉTODOS

1)    Coloque 3 mL de água acidulada em um almofariz (ou um pires). A razão para usar água acidulada é porque o pigmento antocianina que iremos separar dos cloroplastos é rosa ou roxo em pH ácido, mas verde em pH alcalino. Como iremos separar a antocianina da clorofila, que também é verde, ficará difícil de notar a diferença dos dois pigmentos se por ventura a água de sua torneira for levemente alcalina.

2)    Esmague nessa solução 2 a 3 folhas de Tradescantia com um pistilo (ou uma colher);

3)    Transfira com uma pipeta de Pasteur a parte líquida do homogeneizado para um tubo de minicentrífuga e centrifugue rapidamente (15 seg) para retirar fibras de celulose e outros resíduos maiores;

4)    Transfira o sobrenadante para um novo tubo. Observe que o líquido tem cor marrom. Centrifugue por 5 minutos; Pode-se ver claramente, após a centrifugação, que o sobrenadante é um líquido roxo, pela presença do pigmento hidrossolúvel antocianina. No fundo do tubo fica um precipitado verde, pela presença dos cloroplastos, que são organelas grandes e por isso vão para o fundo do tubo.

5)    Transfira o sobrenadante para um novo tubo;

6)    Com a pipeta Pasteur, ressuspenda o precipitado (cloroplastos) em água acidulada. Sugira aos alunos que descrevam e desenhem o que acontece;

7)    Acrescente uma gota de detergente no tubo contendo a solução “verde” e agite o tubo por mais ou menos um minuto;

8)    Centrifugue por cinco minutos os tubos com o sobrenadante (“solução roxa”) e com o precipitado (“solução verde”).

9)    Observe e descreva o que aconteceu com o material contido nos tubos. Note que agora os cloroplastos não precipitam mais, uma vez que deixaram de existir, pois o detergente “desmanchou” as membranas daquela organela. O líquido do tubo fica “todo verde”, porque ao destruir os cloroplastos o detergente “libera” a clorofila. Como esta é uma pequena molécula, a força centrífuga aplicada não consegue precipitá-la, como também não precipita a antocianina, que também é uma molécula pequena.

5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

LORETO, E.L.S.; SEPEL, L.M.N. Atividades experimentais e didáticas em biologia molecular e celular. 2ª Ed. São Paulo: Sociedade Brasileira de Genética, 2003. p.27-29.

Prática 001/2013 - Como construir uma minicentrífuga?

Objetivo

Construir uma minicentrífuga a partir de materiais alternativos.

Introdução

A centrifugação é um processo de separação em que uma amostra fluida é submetida a um aparelho centrifugador ou centrífuga a fim de se promover a separação dos componentes via sedimentação dos líquidos imiscíveis de diferentes densidade. É usada em diferentes aplicações laboratoriais, industriais e domésticas. Para a realização de algumas práticas laboratoriais é essencial o uso de minicentrífugas para separação de substâncias. A inexistência de material adequado é, muitas vezes, o principal motivo para a não execução de atividades práticas. Por isso, descreveremos a seguir como é possível construir tal equipamento utilizando-se materiais alternativos. 

Material

01 CAP de PVC (50 mm) - do tipo empregado para encanamento de esgoto, disponível em lojas de material de construção. Outro por plástico qualquer, de tamanho adequado, pode substituir este CAP;
01 Motor elétrico (12 volts) - recomendamos motor de secador de cabelo, por ter boa rotação e força, além de ser resistente, mas outros pequenos motores também podem ser usados (motor de DVD player ou outros).

Atenção - para atividade em sala de aula, motores mais potentes (120 ou 220 volts) devem ser evitados por motivos de segurança.

01 Fonte contínua de +/- 12 volts (transformador) e fio de cobre;

01 Pequena "caixa" plástica que encaixe o motor o mais firme possível (nossa sugestão é o tubo plástico que vem com embalagem para filme de fotografia 35 mm);
01 Tampa plástica com aproximadamente 70 mm de diâmetro - muito usada em filtros de café solúvel, ou outra tampa de tamanho aproximado e com dureza suficiente para suportar as perfurações sem deformar (01 CAP de menor diâmetro que a base também funcionará);
04 Tubos de microcentrífuga (tipo eppendorfs);
01 Resina (massa) epóxi (Ex.: Durepoxi®);

100 g de mistura de cimento e areia.

Procedimento

1) O corpo (base) da centrífuga pode ser feito com um CAP de PVC. Primeiramente, faça um pequeno furo na lateral do CAP; Nesse furo introduza um arame ou um palito (5 a 7 mm) que chegue até o centro do CAP. A seguir, encha o CAP de PVC com a massa de cimento e depois, no cimento ainda úmido, coloque (bem no centro) a caixa plástica em que será encaixado o motor;
2) Deixe o cimento secar (um ou dois dias) e depois retire a caxa plástica e o material usado para preencher o furo;

3) Faça um pequeno furo na "caixa" plástica em que ficará o motor e passe pelo espaço deixado pelo arame, no cimento, de tal forma que o fio saia pelo orifício feito na lateral do CAP;
4) Adapte o motor na caixa plástica. Depois, passe o fio do motor pelo espaço deixado pelo arame, no cimento, de tal forma que o fio saia pelo orifício feito na lateral do CAP;
5) O rotor da centrífuga será feito da tampa plástica que deverá ter na parte lateral quatro furos de 1,1 cm de diâmetro, para colocar os tubos de microcentrífuga. Como o plástico empregado nas tampas é duro, quebras e rachaduras durante a excecussão dos furos são comuns (não desanime!).

6) Após a preparação do espaço para colocar os tubos, faça um pequeno furo bem no centro do "rotor" e cole o eixo do motor com a resina epoxi;

7) O transformador de 12 volts pode então ser ligado ao motor e a centrífuga pode ser testada. Pequenos ajustes poderão ser necessários para que a centrífuga fique bem balanceada.

Foto do equipamento montado

Figura 1 –  Minicentrífuga construida a partir de materiais alternativos por Alexsandro e Márcio graduandos em Zootecnia UNIMONTES Janúba, 2-2012 (Foto: Guilherme Araújo Lacerda 2013).

Discussão

a) Defina centrifugação?

Padrão de Resposta (PR) – processo de separação em que uma amostra fluida é submetida a um aparelho centrifugador ou centrífuga a fim de se promover a separação dos componentes via sedimentação dos líquidos imiscíveis de diferentes densidade.

b) Qual técnica laboratorial pode ser utilizada para separar organelas de acordo com seu potencial de sedimentação?

PR – Fracionamento celular.

c) Cite ao menos dois exemplos de centrífugas caseiras e suas aplicações:

PR – A centrifugação é usada pelas máquinas de lavar roupa para retirar água em excesso da roupa. É por isso usada como um dos últimos passos num programa normal de lavagem. A água em excesso é escoada pelos orifícios do tambor da máquina, onde a roupa é retida. Este princípio é também explorado nos secadores de salada, em que os legumes são colocados num cesto dentro de uma caixa, sendo o cesto girado manualmente com recurso a uma manivela. A água é escoada para fora do cesto via pequenos orifícios, assim como feito nas máquinas de lavar.

Referências Bibliográficas

LORETO, E.L.S.; SPEL, L.M.N. Atividades experimentais e didáticas de Biologia Molecular e Celular. 2ª Ed. São Paulo: Editora da Sociedade Brasileira de Genética, 2003. 82p.

Prática 08 - Identificação do amido na batata

Objetivo

Identificar o amido como um exemplo de forma de armazenamento de glicose pela planta

Introdução

O grão de amido, produto da polimerização glicose, possuem formas típicas, dependendo da espécie de planta em questão, as quais permitem sua identificação. Os grãos de amido mais importantes são obtidos de órgãos subterrâneos como raízes e túberos (caules tuberosos). São considerados oficiais no Brasil os amidos de milho, arroz, trigo, mandioca e batata por constarem da Farmacopeia Brasileira.

Material

01 Batata média

01 Bisturi, estilete ou lâmina de barbear (gilete)

05 mL de água de torneira

01 Gota de Lugol (corante)

01 Lâmina

01 Lamínula

01 Microscópio óptico

Procedimento

1) Fazer um corte transversal (o mais fino possível) na batata já cortada;

2) Raspar a substância aquosa;

3) Transferir uma gota da substância para a lâmina;

4) Adicionar uma gota de lugol (pode ser bastante diluído em água - quase transparente);

5) Aguardar 01 minuto;

6) Observar e desenhar e/ou fotografar.

Desenho ou foto

Figura 1 – Micrografia mostrando os grãos de amido da Batata, desconsiderar as eventuais bolhas de ar (artefatos) (Foto: Simone Santos Alves, FUNORTE, 2012).

Figura 2 – Micrografia mostrando os grãos de amido da Batata (Foto: Alláeb Somay A. Rocha, FUNORTE, 2012).

Discussão

a) Qual a função do amido para a planta?

Padrão de Resposta (PR) – O amido é a principal subtância de reserva das plantas.

b) Todo grão de amido tem o mesmo formato do amido da batata?

PR – Não, os formatos são variáveis de acordo com a espécie.

c) Como a glicose torna-se amido?

PR – O amido é um produto da polimerização de vários resíduos de glicose.

Prática 01 - O microscópio de luz

Objetivo

Conhecer um dos equipamentos básicos para o estudo da vida, o microscópio, destacando suas partes ópticas e mecânicas.

Introdução

O microscópio é muito importante para a pesquisa científica, isto porque a maioria dos seres vivos são microscópicos, e a menor unidade dos seres pluricelulares macroscópicos só podem ser observados com o auxílio desse equipamento.

Material
01 Microscópio óptico didático
01 Lâmina de microscopia
01 Lamínula de microscopia
01 Fio de cabelo
01 Conta-gotas
01 Gota de água de torneira
01 Máquina fotográfica digital ou celular com câmera
 

Procedimento

Conhecer as partes do microscópio com a utilização respectiva do instrumento de principal trabalho dos profissionais de ciências biológicas.

Partes do Microscópio:

1. Ocular – lente sobre a qual se coloca o olho.

Observação: Podem ser monoculares (apenas uma), bi ou trinoculares, sendo que os trinoculares são adaptados para acoplar câmeras fotográficas e/ou de vídeo.

2. Objetivas – conjunto de lentes fixas ao 3. revólver, que ficam próximas do objeto.

4. Parafusos – macrométrico e micrométrico: a sua finalidade é baixar e elevar o 5. canhão, permitindo uma focalização perfeita.

6. Braço - esta parte sustenta todas as lentes e serve para o transporte.

7. Mesa ou Platina – serve para colocar o material a ser observado. Nela existe uma abertura cenral que dá passagem de raios de luz refletidos pelo espelho.

8. Espelho ou fonte luminosa – serve para refletir ou emitir a luz para a lente objetiva.

9. Base ou pé – serve para apóia-lo na bancada.

10. Lâmina e lamínula – são acessórios indispensáveis ao funcionamento do microscópio, onde se coloca o material a ser examinado (espécime ou amostra).

Figura 01 - Foto ilustrativa de uma Lâmina para microscopia e lamínula de vidro. Uma típica lâmina 26 x 76 mm é mostrada com uma lamínula  (Fonte: http://pt.wikipedia.org/wiki/L%C3%A2mina_(microscopia))

Cuidados:

1 – Transportar com ambas as mãos, apoiando uma delas a base do microscópio, segurando o braço do aparelho com a outra.

2 – Quando colocá-lo sobre a mesa, mantê-lo a alguma distância da borda. A mesa do laboratório deve estar livre de tudo que não seja absolutamente necessário.

3 – Evitar molhar o microscópio e caso seja molhado, enxuga-lo com lenço de papel.

4 – Limpar as partes ópticas do microscópio com lenços de papel, pois elas são sensíveis e devem ser bem cuidadas. Usar uma flanela macia para as partes mecânicas.

5 – Quando acabar de usar o microscópio, encaixar a objetiva de menor aumento e guarda-lo na caixa protetora.

SUGESTÃO: Na aula prática utilizar como espécime um fio de cabelo, selando a lamínula na lâmina com uma gota de água de torneira (utilizar conta-gotas).

Figura 02 - Micrografia de fio de cabelo, aumento médio  (Fonte: Relatório de aula prática de Joyce Cipriana Pacheco Ramos, Kristh Jacyara Pereira Dias e Raul Herberth Freitas Rocha - Biologia celular, UNIMONTES Campus Janaúba, 2012).

Discussão

1) Quais as partes Ópticas do Microscópio?

Padrão de Resposta (PR)* - Partes ópticas: ocular, objetiva e espelho; Partes Mecânicas: parafusos, revólver, braço, mesa ou platina e base ou pé.

*Utilizamos neste PR referência dos modelos de microscópio didáticos mais simples.

Figura 03 - Foto ilustrativa das partes mecânicas isoladas de um microscópio óptico (Fonte:  http://www.educadores.diaadia.pr.gov.br/modules/mylinks/viewcat.php?cid=6&min=370&orderby=titleD&show=10)

2) Quantas vezes a ocular do seu microscópio aumenta?

Padrão de Resposta (PR)* - 10 x (vezes)

*Utilizamos neste PR referência dos modelos de microscópio didáticos mais simples, algumas oculares possuem lentes com 15 x.

Figura 04 - Foto ilustrativa das objetivas isoladas de um microscópio óptico (Fonte:  http://www.educadores.diaadia.pr.gov.br/modules/mylinks/viewcat.php?cid=6&min=370&orderby=titleD&show=10)

3) Quais são as medidas e cores das objetivas?

Padrão de Resposta (PR)* - 4x (vermelha), 10 x (amarela), 40 x (azul) e 100 x (branca)

*Utilizamos neste PR referência dos modelos de microscópio didáticos mais simples, as cores e os aumentos podem variar de acordo com o fabricante.

Figura 05 - Foto ilustrativa das objetivas isoladas de um microscópio óptico (Fonte:  http://www.educadores.diaadia.pr.gov.br/modules/mylinks/viewcat.php?cid=6&min=370&orderby=titleD&show=10)

4) Para sabermos o aumento total de um objeto observando, que devemos fazer?

Padrão de Resposta (PR) - Multiplicar o valor da ocular (10 x) pelo valor da objetiva (4, 10, 40, 100 x).

5) Escreva no caderno respeitando a numeração as partes do microscópio:

Figura 06 - Foto ilustrativa das partes ópticas e mecânicas de um microscópio óptico (Fonte: http://manaus.olx.com.br/microscopio-iid-34725360)

PR - Descrição de acordo com a numeração da figura:

1 = ocular
2 = objetivas e revólver
3 = platina
4 = charriot
5 = macrométrico
6 = micrométrico
7 = diafragma no condensador
8 = condensador
9 = botão do condensador
10 = dois parafusos centralizadores do condensador
11 = fonte de luz
12 = controle de iluminação
13 = diafragma de campo (alavanca no lado esquerdo do microscópio)
14 = dois parafusos de ajuste da lâmpada (esquerdo e direito)
15 = focalizadora da lâmpada (alavanca no lado direito do microscópio